76043abf2ebed2c

فعالیت ضدقارچی عصاره اتانولی بره‌موم علیه چند قارچ بیماریزای پس از برداشت

نوع مقاله: مقاله کوتاه

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری کنترل بیولوژیک بیماریهای گیاهی

2 عضو هیات علمی گروه گیاهپزشکی دانشگاه محقق اردبیلی

چکیده

بره‌موم یکی از فرآورده‌های جانبی با ارزش زنبورعسل می‌باشد که زنبورهای کارگر با جمع‌آوری صمغ گیاهان و مخلوط کردن آن با آنزیم‌های خود، ماده‌ای چسبناک، موم‌مانند و معطر را تولید می‌کنند. برخی خواص بیولوژیکی از قبیل خواص ضدباکتریایی، ضدقارچی و آنتی‌اکسیدانی برای این ماده به اثبات رسیده است. در این پژوهش، فعالیت مهار کنندگی عصاره اتانولی بره‌موم روی چهار قارچ بیماریزای پس از برداشت گیاهی شامل Aspergillus flavus (عامل کپک زرد پسته)، Botrytis cinerea، A. tubingensis وCladosporium cladosporioides (قارچ‌های عامل پوسیدگی میوه انگور) بررسی شد. برای این منظور، ابتدا عصاره اتانولی بره‌موم در غلظت‌های 50، 100، 250، 500 و 1000 میکروگرم بر میلی‌لیتر به محیط کشت PDA افزوده شد. سپس دیسک میسلیومی جوان قارچی در مرکز محیط کشت حاوی عصاره، مایه‌زنی و میزان رشد آنها اندازه‌گیری و میزان درصد بازدارندگی عصاره تعیین شد. نتایج نشان داد که بین گونه‌های قارچی، غلظت‌های عصاره و همچنین برهمکنش بین گونه‌های قارچی و غلظت‌های مختلف آن تفاوت معنی‌داری (P≤0.01) وجود دارد. گونه‌های قارچی، میزان حساسیت متفاوتی در مواجهه با غلظت مشخص از عصاره مزبور نشان دادند، ولی به طور کلی بیشترین درصد بازدارندگی در بیشترین غلظت مورد استفاده مشاهده شد. قارچ‌های A. tubengensis و C. cladosporioides به ترتیب با %88/80 و %11/79 بیشترین درصد بازدارندگی از رشد را در غلظت µg/L 1000 عصاره مزبور نشان دادند. با توجه به نتایج این تحقیق می‌توان گفت که بره‌موم به‌عنوان فرآورده‌ای طبیعی، پتانسیل ضدقارچی دارد و می‌توان پس از تحقیقات تکمیلی از آن برای مهار زیستی بیماری‌های پس از برداشت قارچی بهره برد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


Bautista-Baños S (2014) Postharvest decay, control strategies. Academic Press. London, UK. 383p.
Briceño EX, Latorre BA (2008) Characterization of Cladosporium rot in grapevines, a problem of growing importance in Chile. Plant Disease 92: 1635-1642.Burdock, G. A. 1998. Review of the biological properties and toxicity of bee Propolis (Propolis). Food and Chemical Toxicology 36: 347-63.
Curifuta M, Vidal J, Sánchez J, Contreras A, Salazar LA, Alvear M (2012) The in   vitro   antifungal evaluation of a commercial extract of Chilean   propolis   against six   fungi of agricultural   importance. Ciencia e investigación agraria 39(2): 347-359.
Davari M, Ezazi R (2016) Study on the effects of four medicinal plant essential oils and two Trichoderma species on biocontrol of grape fruit rot fungi. Biological Control of Pests and Plant Diseases 5 (1): 1-12. (In Persian).
Haghdoost NS, Salehi TZ, Khosravi A, Sharifzadeh A (2016) Antifungal activity and influence of propolis against germ tube formation as a critical virulence attribute by clinical isolates of Candida albicans. Journal de Mycologie Médicale 26: 298-305.
 Falcão SI, Vilas-Boas M, Estevinho LM, Barros C, Domingues MR, Cardoso S (2010) Phenolic characterization of Northeast Portuguese propolis: usual and unusual compounds. Analytical and Bioanalytical Chemistry 396: 887-897.
Khodaei A, Arzanlou M, Babai-Ahari A, Darvishi F (2014) Identification of black Aspergilli species on grape and raisin in Southern regions of East and West Azerbaijan Provinces. Applied Researches in Plant Protection 3(1): 49-64. (In Persian with English abstract).
Packer JF, Luz MMS (2007) Evaluation and research method for natural products inhibitory activity. Revista Brasileira de Farmacognosia 17(1): 102-7.
Quiroga EN, Sampietro DA, Soberon JR, Sgariglia MA, Vattuone MA (2006) Propolis from the northwest of Argentina as a source of antifungal principles. Letters in Applied Microbiology 101: 103-10.
Romanazzi G, Feliziani E (2014) Botrytis cinerea (Gray Mold). Pp: 131-146. In: Postharvest Decay Control Strategies. Ed., Bautista-Baños, S. Academic Press is an imprint of Elsevier.
Yang SZ, Peng LT, Su XJ, Chen F, Cheng YJ, Fan G, Pan SY (2011) Bioassay-guided isolation and identification of antifungal components from propolis against Penicillium italicum. Food Chemistry 127: 210-215.