76043abf2ebed2c

کنترل بیولوژیک قارچ Sclerotinia sclerotiorum عامل پوسیدگی سفید خیار توسط اکتینوباکتری های ریزوسفری

نوع مقاله: مقاله کامل

نویسندگان

1 دانشجو

2 عضو هیئت علمی دانشگاه تهران

3 دانش آموخته

4 استادیار

چکیده

ااکتینوباکتری ها به واسطه داشتن ویژگی‏های آنتاگونیستی بسیار در برابر طیف گسترده‏ای از بیمارگرهای گیاهی به ویژه قارچ‏ها، به عنوان عوامل بالقوه کنترل بیولوژیک توجهات زیادی را به خود معطوف کرده‏اند. Sclerotinia Sclerotiorum (Lib.) De Bary عامل پوسیدگی سفید ساقه خیار که دارای سه خصوصیت عمده چون دامنه میزبانی وسیع، توان بیماریزایی بالا و دوام طولانی اسکلروت‏ها در شرایط نامناسب محیطی می‏باشد یکی از مخرب‏ترین بیمارگرهای گیاهی در جهان است. با توجه به خسارت شدید و دشواری‏های کنترل توسط روش‏های شیمیایی، روش‏های جایگزینی مانند کنترل بیولوژک توسط گونه‏های اکتینوباکتربرای این بیمارگر مورد ارزیابی قرار گرفته است. در این پژوهش اثر آنتاگونیستی 109 جدایه اکتینوباکتر در برابر قارچ پوسیدگی سفید خیار بررسی گردید و سه جدایه UTS13، UTS19 و UTS49 با بیشترین میزان ممانعت از رشد پرگنه قارچ بیمارگر درون تشتک‏های پتری برای بررسی‏های بیشتر انتخاب شدند. خصوصیات فیزیولوژیکی جدایه‏های برتر حاکی تولید آنزیم‏های پروتئازی و کیتینازی بود. جدایه UTS13 به عنوان جدایه برتر در آزمون‏های گلخانه‏ای مورد شناسایی قرار گرفت و با توجه به توالی rDNA 16S مورد بررسی قرار گرفت و به عنوان Streptomyces albidoflavus شناسایی گردید. نتایج نشان داد که جدایه S. albidoflavus UTS 13 باعث کاهش علائم بیماری به میزان 50 درصد در شرایط گلخانه‏ای و افزایش صفات رشدی گیاه در مقایسه با تیمار شاهد سالم شد. پژوهش حاضر سعی بر معرفی باکتری S. albidoflavus UTS 13 به عنوان یک عامل بیوکنترل موثر به همراه طیف وسیعی از فعالیت‏های آنتاگونیستی در برابر قارچ بیمارگر S. sclerotiorum را داشته است.

تازه های تحقیق

جدایه UTS13 به­عنوان جدایه برتر در آزمون‏های گلخانه‏ای مورد شناسایی قرار گرفت و با توجه به توالی rDNA  16S مورد بررسی قرار گرفت و به­عنوان Streptomyces albidoflavus شناسایی گردید. جدایه فوق قادر به رشد در محیط قلیایی و شور می باشد درنتیجه در محیط های فوق میتواند بکار رود.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


Abdallah ME, Haroun, SA, Gomah AA, El-Naggar, NE, Badr HH (2013) Application of Actinomycetes as biocontrol agents in the management of onion bacterial rot diseases. Archives of Phytopathology and Plant Protection 46(15): 1797-1808.

Ouhaibi-Ben Abdeljalil N, Vallance J, Gerbore J (2016) Bio-suppression of Sclerotinia stem rot of tomato and bioformulation of plant growth using tomato-associated rhizobactria. Journal of Plant Pathology and Microbiology 7331: 2.

Adams PB, Ayers WA (1982) Biological control of Sclerotinia lettuce drop in the field by Sporidesmium sclerotivorum. Phytopathology 72 (5): 485-488.

Aktar W, Sengupta D,  Chowdhury A (2009) Impact of pesticides use in agriculture: their benefits and hazards. Interdisciplinary Toxicology 2 (1): 1-12.

Adams PB,  Ayers WA (1979) Ecology of Sclerotinia Species. Phytopathology 69: 896-899.

Baharlouei A, Sharifi GR,  Shahidi GH )2011) Biological control of Sclerotinia sclerotiorum (oilseed rape isolate) by an effective antagonist Streptomyces. African Journal of Biotechnology 10: 5785- 5794.

Baniasadi F, Shahidi GH,  Nik AK (2009) In vitro petroleum decomposition by actinomycetes isolated from petroleum contaminated soils. American-Eurasian Journal of Agricultural and Environmental Science 6 (3): 268-270.

Bonjar GS, Nik AK (2004) Antibacterial activity of some medicinal plants of Iran against Pseudomonas aeruginosa and P. fluorescens. Asian Journal of Plant Sciences, 50 (5): 373-383.

Boukaew S, Plubrukam A, Prasertsan P (2013) Effect of volatile substances from Streptomyces philanthi RM-1-138 on growth of Rhizoctonia solani on rice leaf. BioControl 58 (4): 471-482.

Basak BB, Biswas DR (2009) Influence of potassium solubilizing microorganisms (Bacillus mucilaginosus) and waste mica on potassium uptake dynamics by sudan grass (Sorghum vulgare Pers.) grown under tow Alfisols. Plant Soil 317: 235–255.

Doumbou CL, Hamby-Salove MK, Crawford DL, Beaulieu C (2001) Actinomycetes, promising tools to control plant diseases and to promote plant growth. Phytoprotection 82 (3): 85-102.

El-Mansi EMT, Bryce CFA, Hartly BS (1999) Fermentation biotechnology: an historical perspective, Fermentation microbiology and biotechnology. Taylor & Francis, Ltd., London, United Kingdom, 1-8.

ElTarabily KA, Soliman MH, Nassar AH, AlHassani HA, Sivasithamparam K, McKenna F,  Hardy GS (2000) Biological control of Sclerotinia minor using a chitinolytic bacterium and actinomycetes. Plant Pathology 49 (5): 573-583.

Flores A, Chet I, Herrera-Estrella A (1997) Improved biocontrol activity of Trichoderma harzianum by over-expression of the proteinase-encoding gene prb1. Current Genetics 31 (1): 30-37.

Gohel V, Singh A, Vimal M, Ashwini, P, Chhatpar HS (2006) Review-Bioprospecting and antifungal potential of chitinolytic microorganisms. Applied Microbiology and Biotechnology 40 (4): 181-195.

Gonzalez-Franco CA, Robles-Hernandez RY (2009) Actinomycetes as biological control agents of phytopathogenic fungi. Tecnociencia Chihuahua 3 (2): 64-73.

Gopalakrishnan S, Srinivas M, Sree Vidya M, Rathore A (2014) Plant growth-promoting activities of Streptomyces spp. in sorghum and rice. Phytoprotection, 62(2), 68-76.

Gupta R, Beg Q, Khan, S,  Chauhan B (2002) An overview on fermentation, downstream processing and properties of microbial alkaline proteases. Applied Microbiology and Biotechnology 60 (4): 381-395.

Hanan H, Mahamed H, Virrol M. Yedir O (2008) Rock phosphate-solubilizing Actinomycetes: screening for plant growth-promoting activities. World Journal of Microbiology Biotechnology 24: 2565-2575.

Hsu SC, Lockwood JL (1975) Powdered chitin agar as a selective medium for enumeration of actinomycetes in water and soil. Applied Microbiology 29 (3): 422-426.

Inamori Y, Amino H, Tsuoi M, Yamaguchi S,  Sujibo H (1990) Biological Activities of Racemomycin-B, B-Lysine Rich Streptothricin Antibiotic, the Main Component.  Microbiological Research 156 (2): 161-1626.

Johanson DA,  Atallah ZK (2006)Timing fungicide application for managing Sclerotinia stem rot of potato. Plant Disease 90: 755-758.

Ladjama A, Taibi Z, Meddour A (2007) Production of pectinolytic enzymes using Streptomyces strains isolated from palm grove soil in Biskra area (Algeria). African Crop Science Conference Proceedings 8: 1155-1158.

Marmur J (1961) A procedure for the isolation of deoxyribonucleic acid from micro-organisms. Journal of Molecular Biology 3 (2): 208-IN1.

Martinez Z (2014) Isolation and characterization of soil Streptomyces species as potential biological control agents against fungal plant pathogens. World Journal of Microbiol Biotechnology 30:1639–1647.

Matsumoto Y, Revah S, Saucedo G, Hall GM, Shirai K (2001) Chitinases production in solid state fermentation of shrimp waste silage. Chitin enzymology. Atec Edizioni, Italy, 381-389.

Nassaro AH, El-Tarabily KA, Sivasithamparam K (2003) Growth promotion of bean (Phaseolus vulgaris L.) by a polyamine-producing isolate of Streptomyces griseoluteus. Plant Growth Regulation 40: 97-106.

Ordentlich A, Elad Y, Chet I (1988) The role of chitinase of Seratia marcescenc in biological control of Sclerotium rolfssi. Phytopathology 78: 84-92.

Panhwar QA, Othman R, Rahman ZA, Meon S, Ismail MR (2012) Isolation and characterization of phosphate-solubilizing bacteria from aerobic rice. African Journal of Biotechnology 11:2711–2719.

Rocha J R, Olieviera N (1998) Biological Control of Colletotrichum gloesporides by Trichoderma koningii.Phytopathology 24: 180-183.

Roy RN, Laskar S, Sen SK (2006) Dibutyl phthalate, the bioactive compound produced by Streptomyces albidoflavus 321.2. Microbiological Research 161(2), 121-126.

Shahidi Bonjar GH, Barkhordar B, Pakgohar N, Aghighi S, Biglary S, Rashid Farrokhi P, Aghelizadeh A (2006) Biological control of Phytophthora drechsleri Tucker, the causal agent of pistachio gummosis, under greenhouse conditions by use of actinomycetes. Plant Pathology Journal 5 (1): 20-23.

Shahidi Bonjar GH, Rashid Farrokhi P, Aghighi S, Shahidi Bonjar L, Aghelizadeh A (2005) Antifungal characterization of actinomycetes isolated from Kerman, Iran and their future prospects in biological control strategies in greenhouse and field conditions. Plant Pathology Journal 4 (1): 78-84.

Shimizu M, Nakagawa Y, Yukio SATO, Furumai T, Igarashi Y, Onaka H, Kunoh H (2000) Studies on endophytic actinomycetes (I) Streptomyces sp. isolated from Rhododendron and its antifungal activity. Journal of General Plant Pathology 66 (4): 360-366.

Sierra G (1957) A simple method for the detection of lipolytic activity of micro-organisms and some observations on the influence of the contact between cells and fatty substrates. Antonie van Leeuwenhoek 23 (1): 15-22.

Sinclair JB, Dhingra OD (1995) Basic plant pathology methods, CRC Press, USA.

Swiontek Brzezinska M,  Jankiewicz U, Burkowska A (2013) Purification and Characterization of Streptomyces albidoflavus Antifungal Components. Applied Biochemistry and Microbiology 49 (5): 451–457.

Valencia GB, Vargas VH, Soto JNU, Corral JH (2011) Trichoderma sp. native from chili region of Poanans, Durango, Mexico antagonist against phytophatogens fungi. AmericanJournal of Agricultural Biological Science 6 (2): 185-188.

Zamanian S, Shahidi Bonjar GH, Saadoun I (2005) First report of  antibacterial properties of a new strain of Streptomyces plicatus (strain 101) against Erwinia carotovora subsp. carotovora. Biotechnology 4: 114-120.